Quimerismo e Análise de Xenotransplantes: Aplicações Avançadas de STR em Oncologia

As amostras de mistura não são casos extremos na oncologia—são a regra. Os xenógrados derivados de pacientes (PDX) combinam tecido tumoral humano com um ambiente estromal/anfitrião de rato. A pesquisa pós-transplante e de terapia celular produz rotineiramente misturas de dador–recetor em um único espécime. Em ambos os contextos, a perfuração de repetições em tandem curtas (STR) continua a ser uma forma prática e auditável de confirmar a identidade, detectar contribuintes adicionais e fornecer estimativas semi-quantitativas dentro de limites validados. Este guia esclarece o que a análise de quimerismo STR pode e não pode fazer em misturas humano–rato e humano–humano, como combinar STR com métodos complementares e como relatar resultados que resistam a revisões por pares e de QA. Uso apenas para pesquisa (RUO).

1. Por Que Isto É Importante em Oncologia: Quando as Amostras São Misturas por Design

Os estudos de PDX e quimerismo têm sucesso ou falham com base na qualidade dos seus controlos de identidade e mistura. Sem uma linha de base de identidade defensável e uma forma repetível de interpretar misturas, os resultados genómicos subsequentes, os estudos de resposta a fármacos e as inferências longitudinais podem ser enganosos.

1.1 PDX e a realidade do xenotransplante: sobreposição de sinais entre tumor humano e hospedeiro de rato

Nos fluxos de trabalho PDX, o tecido tumoral humano é enxertado em camundongos imunodeficientes. Ao longo das passagens, a substituição estromal de camundongos geralmente aumenta, alterando o conteúdo aparente de humano para camundongo. A perfuração STR de marcadores humanos verifica a identidade do componente humano e detecta contribuições humanas adicionais (por exemplo, contaminação cruzada por outra linha humana), mas o STR não é um método de quantificação de espécies. Quando o conteúdo percentual ou a localização espacial são importantes, os laboratórios costumam complementar o STR com qPCR/dPCR específico de espécies, alinhamento de NGS de genomas duplos ou hibridização in situ (ISH).

1.2 Quimerismo pós-transplante: ADN misto de dador/recipiente num único espécime

Após o transplante alogénico ou investigação em terapia celular, o ADN do dador e do recetor coexistem no sangue periférico ou na medula. Os painéis de STR podem identificar loci informativos (alelos únicos do dador ou do recetor) e estimar a contribuição relativa utilizando alturas de picos ou áreas de picos. A sensibilidade para contribuintes menores está tipicamente na faixa de um dígito percentual em fluxos de trabalho RUO validados; a microquimerismo abaixo de cerca de 1% geralmente requer métodos alternativos.

Legenda: Paisagem de mistura. Perfis de STR revelam identidade humana e misturas multi-humanas; STR humano não quantifica rato. Limiar de deteção de contribuinte menor típico de STR: ~1–5% (validar localmente).

1.3 O que o STR pode e não pode fazer em contextos de mistura

O que a STR faz bem:

Autentique o componente humano em PDX, ligando-o a amostras de referência ou perfis de base de dados.
Detectar a presença de mais do que um contribuinte humano através de >2 alelos em um locus, genótipos discordantes ou padrões de desequilíbrio característicos.
Forneça estimativas semi-quantitativas de doador–recetor em loci informativos utilizando cálculos baseados em RFU (dentro de limites validados em laboratório).

Onde o STR não é a ferramenta certa por si só:

Deteção de contribuintes menores ou microquimerismo de sub-percentagem: considerar qPCR/dPCR ou NGS.
Quantificação a nível de espécie de humano vs rato em PDX: considerar qPCR/dPCR específicos da espécie ou análise da fração de leitura de NGS de genoma duplo.
Localização espacial de espécies ou compartimentos doador/recetor nos tecidos: considerar métodos baseados em ISH.

2. Conceitos e Métodos Chave para Análise de Quimerismo STR em Misturas

2.1 Qualitativa: "Há mais de um colaborador?"

Primeiro, responda à questão qualitativa. Indicadores de múltiplos contribuintes humanos incluem:

Mais de dois alelos em um ou mais loci autossómicos.
Desiquilíbrio heterozigoto marcado e inconsistências de padrões entre locos não explicadas por degradação ou artefatos de inibição.
Discordância em relação a um perfil de referência conhecido além da deriva esperada em linhas cancerígenas.

Se quiser uma atualização sobre como ler loci STR, alelos e padrões de picos, comece aqui: Se quiser uma atualização sobre como ler loci STR, alelos e padrões de picos, comece aqui.

2.2 Semi-quantitativo: estimativa da proporção da mistura utilizando a lógica da altura/área do pico

A análise de quimerismo STR normalmente rotula os alelos informativos em cada locus como apenas doador, apenas receptor ou partilhado, e depois calcula uma percentagem utilizando os valores RFU:

Percentagem de doador em um locus ≈ (soma dos RFUs de alelos específicos do doador) / (soma dos RFUs de alelos específicos do doador + RFUs de alelos específicos do recetor) × 100%

Utilize consistentemente a altura do pico ou a área em todos os loci e pontos no tempo.
Média entre múltiplos loci informativos para relatar um valor global; fornecer a lista de loci utilizados.
Perto do limite de deteção (LOD) do laboratório, injeções replicadas e amostragem confirmatória melhoram a fiabilidade.

Nota prática: Para interpretar as colunas do relatório e os exemplos de eletroferogramas passo a passo, consulte este guia aplicado: Como Interpretar Relatórios de Análise de STR: Um Guia para Equipas de QA e Pesquisa.

2.3 Armadilhas: amplificação diferencial, entrada degradada, perda de locus

Vários fatores podem enviesar as medições se não forem reconhecidos:

Amplificação preferencial: Alelos menores frequentemente amplificam de forma mais eficiente, distorcendo as proporções.
Degradação e inibidores: a fragmentação de FFPE ou a contaminação por heme aumentam o risco de perda, especialmente em loci maiores.
Stutter e puxada de cor: O deslizamento da PCR e a sobreposição espectral podem imitar alelos menores; aplique filtros de stutter validados e calibrações espectrais.
Variação de instrumento/injeção: Mantenha o tempo/voltagem de injeção e as condições de corrida consistentes; reinjetar amostras suspeitas.

Documente os seus limiares analíticos (por canal de corante), filtros de stutter e configurações de injeção em cada relatório para auditoria.

3. Fluxos de Trabalho Específicos para Xenotransplantes: Identificação de Sinais Humanos vs. de Rato (e Mistos)

3.1 Tipos de amostras: fragmento tumoral, sangue, secções FFPE, explantes cultivados

Cada tipo de amostra apresenta diferentes riscos e oportunidades pré-analíticos:

Fragmentos tumorais frescos: DNA de alta qualidade, mas fração humana variável; a histologia ajuda a estimar a celularidade tumoral.
Secções FFPE: DNA fragmentado; antecipe perda e considere amplificações replicadas.
Sangue ou tecidos de ratos utilizados como controlos "apenas de ratos": Tratar como sensíveis à contaminação; processar com fluxos de trabalho unidireccionais.
Explantes cultivados: Risco de contaminação cruzada de linhas celulares humanas durante o passamento; STR é bem adequado para detectar contribuintes humanos adicionais.

3.2 Estratégias de discriminação entre humanos e ratos (para que é utilizada a STR vs quando é necessária a identificação da espécie)

Utilize painéis de STR humanos para autenticar o componente humano e detectar contribuintes humanos adicionais.
Para discriminação e quantificação de espécies em PDX, combine STR com:
- Ensaios de qPCR/dPCR específicos para espécies para quantificar frações de DNA humano vs DNA de rato.
- NGS com alinhamento de genoma duplo para estimar as frações de leituras que mapeiam para humano vs rato.
- ISH quando a localização espacial das espécies é crítica.

Legenda: Árvore de decisão. O STR autentica a identidade humana e detecta misturas de múltiplos humanos; a quantificação/localização de espécies normalmente depende de qPCR/dPCR, NGS ou ISH.

3.3 Interpretação de "STR humano inesperado" em controlos apenas de rato (contaminação vs transferência)

Encontrar picos de STR humanos numa amostra que deveria ser apenas de rato é um sinal de alerta que requer uma investigação estruturada e documentada. O objetivo é determinar se o sinal representa uma verdadeira contaminação de DNA humano (transporte biológico), uma confusão processual ou um artefato analítico (stutter, pull-up, blob de corante). Abaixo está um fluxo de trabalho priorizado e orientado por evidências que os laboratórios podem seguir; trate todos os passos como resolução de problemas em RUO e registe cada ação no log do projeto.

Causas prováveis (classificadas por frequência)

Transporte cruzado de amostras durante a dissecação, passagem ou alíquota (mais comum).
Contaminação de placas/colunas ou instrumentos (pipetas partilhadas, tubos de uso múltiplo, carryover de autossamplers).
Erro de rotulagem de amostras ou erros no mapa de placas (amostra humana colocada em poço adjacente ou leitura de código de barras errada).
Transporte biológico verdadeiro (fragmentos estromais humanos numa amostra de rato de tecido adjacente).
Artefatos analíticos: puxada espectral, picos de gagueira, manchas de corante ou ruído de base que imita alelos de baixo nível.

Triagem imediata (mesmo dia)

1. Verificar os controlos: rever os controlos sem modelo (NTCs) e os controlos de extração negativa da mesma corrida para picos humanos. Se os NTCs mostrarem sinal humano, quarentena a corrida e parar a reportação a montante.

2. Inspecione o mapa da placa e as entradas do LIMS: confirme os códigos de barras dos tubos/placas, as assinaturas dos operadores e as posições dos poços para amostras humanas adjacentes.

3. Rever a eletroferogramas brutos (FSA): inspecionar a morfologia dos picos, atribuição de canais e padrões específicos de corante consistentes com pull-up ou manchas de corante.

Testes confirmatórios (ordem de prioridade)

Reextraia ADN do tecido original utilizando um novo conjunto de consumíveis e execute o mesmo painel de STR humano em duplicado; picos humanos consistentes em extratos independentes aumentam a probabilidade de contaminação verdadeira.
Execute um painel STR de rato ou PCR específico de rato para verificar que o sinal biológico dominante é de rato (ajuda a confirmar a identidade da espécie em vez de um artefato de contaminação humana).
Realize um ensaio de qPCR ou dPCR específico para espécies (alvos humanos e de rato) para estimar a fração humano:rato; a sensibilidade do qPCR/dPCR geralmente excede a do STR na faixa de percentagens baixas e ajuda a quantificar a contaminação.
Se a incerteza persistir, submeta uma pequena alíquota para sequenciação NGS de dupla genoma ou sequenciação shotgun rasa e calcule as frações de leituras humanas vs. camundongo (altamente informativas para contextos PDX).

Critérios de decisão

Artefacto: picos anómalos de canal único, formas de pico inconsistentes ou picos que desaparecem na reinjeção indicam artefacto analítico (documentar as configurações do instrumento e a calibração espectral).
Contaminação processual: picos humanos que aparecem em amostras adjacentes a um poço positivo para humanos, repetem-se em múltiplos alíquotas ou persistem após reextração, geralmente indicam transferência cruzada de amostras ou rotulagem incorreta.
Transmissão biológica verdadeira: STR humano reprodutível em extrações independentes, frações de qPCR/NGS de espécies concordantes e evidências histológicas de células humanas suportam a verdadeira presença humana.

Ações corretivas e contenção

As amostras e execuções afetadas pela quarentena; re-executar a partir de um alíquota fresca apenas após confirmar que os reagentes e o espaço de trabalho estão limpos.
Realizar a descontaminação de instrumentos e a limpeza do autossampler; substituir consumíveis partilhados e recalibrar matrizes espectrais.
Se for identificada uma rotulagem incorreta, reconcilie com o remetente e corrija as entradas no LIMS; documente a causa raiz e a ação corretiva no registo de incidentes.
Para linhas PDX com confirmação de transporte humano, considere reobter material tumoral (passagem fresca ou microdissecação/separação FACS) e re-bancar material autenticado.

Medidas de prevenção e de qualidade do programa

Imponha fluxos de trabalho unidireccionais e separação física das áreas pré e pós-PCR; dedique equipamentos sempre que possível e utilize consumíveis de uso único para etapas de alto risco.
Manuseio de amostras com código de barras com verificações por duas pessoas na receção, alíquota e configuração de placas; integrar leituras de código de barras com o LIMS para prevenir desajustes no mapa da placa.
Incluir negativos de extração e NTCs em cada placa; monitorizar os registos de tendências para sinais humanos esporádicos de baixo nível e investigar aumentos prontamente.
Banco e referência do DNA do paciente/doador precocemente durante o estabelecimento do PDX para fornecer linhas de base autoritativas para futuras correspondências.

Relatório e rastreabilidade

No relatório final de RUO, inclua chamadas de alelos a nível de locus, RFUs por alelo, ficheiros FSA brutos, resultados de ensaios ortogonais (qPCR/NGS) e uma nota concisa sobre o incidente se contaminação foi observada e como foi resolvida.
Arquive todos os ficheiros brutos e processados, ações corretivas e documentação de análise de causa raiz para que os resultados permaneçam auditáveis novamente.

Ajuda prática para os remetentes: siga a lista de verificação de submissão de amostras e os requisitos de metadados do laboratório (cepa hospedeira, passagem, local de coleta e fração tumoral estimada) para reduzir a ambiguidade a montante; consulte as diretrizes de submissão de amostras para campos recomendados e instruções de embalagem: Diretrizes para envio de amostras (CD Genomics).

4. Aplicações do Quimerismo: Pesquisa em Transplante e Terapia Celular

4.1 Rastreio de dadores/recipientes: genótipos basais e monitorização pós-evento

Crie uma base sólida antes do evento (por exemplo, doação, infusão):

Perfil do dador e do recetor com o mesmo kit de STR e instrumento.
Identificar loci informativos (alelos não sobrepostos) e listá-los no ficheiro de método.
Se relevante, classifique ou enriqueça linhagens (por exemplo, CD3+, CD19+) para se concentrar em compartimentos de interesse.
Defina limiares analíticos e filtros de gaguez durante a validação; documente-os.

4.2 Relato longitudinal: como apresentar a mudança ao longo do tempo

Trace a percentagem de doadores (ou recetores) ao longo do tempo utilizando um conjunto consistente de locos informativos e o mesmo método de cálculo. Sinalize estimativas próximas do LOD, replique pontos críticos de tempo e mantenha as condições do instrumento/corrida constantes entre as visitas sempre que possível.

Legenda: Exemplo de tendência longitudinal (RUO). Os valores são médios entre loci informativos usando razões de altura de pico; validar localmente.

4.3 Definição de "limiares de ação" para protocolos de investigação (exemplo de níveis)

Em contextos RUO, evite limiares clínicos universais. Em vez disso, considere níveis de política que você valide localmente, como:

Zona de revisão: Quando uma alteração direcional sustentada ≥5% aparecer em pelo menos dois locais informativos em dois pontos de tempo consecutivos, agende testes de confirmação.
Confirme com um método ortogonal quando os valores se aproximam do LOD do laboratório ou quando se suspeita de microquimerismo.
Utilize quimerismo específico de linhagem quando a dinâmica específica de compartimentos for importante.

Rotule claramente quaisquer limiares como exemplos apenas para pesquisa que requerem verificação local.

5. Rastreabilidade de Dados e Correspondência de Bases de Dados para Amostras de Alto Valor

5.1 Ligação da interpretação da mistura a referências conhecidas

Para a identidade PDX e as linhas de base doador/recipiente, utilize ≥13 loci humanos principais e alinhe-se às orientações da comunidade (por exemplo, ANSI/ATCC e ICLAC). Para linhas tumorais propensas a deriva, documente os números de passagem e as condições ambientais. Quando aplicável, compare perfis com bases de dados públicas e inclua IDs de acesso no seu relatório.

5.2 Porque a interoperabilidade global de bases de dados reduz disputas ("de quem é esta amostra?")

Agregadores como o Cellosaurus compilam perfis de STR a partir de repositórios (ATCC, DSMZ, JCRB), ajudando os laboratórios a triangularem a proveniência, resolverem identificações históricas incorretas e documentarem linhagens de amostras entre fontes. A inter-referência reduz a margem para disputas quando colaborações ou projetos multicêntricos estão envolvidos.

Como funciona a correspondência DSMZ/ATCC/JCRB e como documentar a proveniência: Como funciona a correspondência DSMZ/ATCC/JCRB e como documentar a proveniência.

Dicas práticas de reportagem:

Inclua os loci exatos utilizados, as chamadas de alelos, as tabelas de RFU e os critérios de correspondência (por exemplo, regra da razão de correspondência) no relatório em PDF.
Adicione IDs de acesso à base de dados e a data em que acedeu a cada registo.
Arquivar ficheiros brutos de FSA/electroferogramas e tabelas de alelos para que os resultados possam ser reauditorados.

6. Notas Práticas de Submissão para Estudos de PDX/Quimerismo

6.1 Que metadados incluir

No mínimo, inclua o seguinte na sua submissão ou registo interno do LIMS:

Cepas do hospedeiro, número de passagem, método de coleta e estimativa da fração tumoral baseada em histologia (para PDX).
Tipo de amostra (gDNA/FFPE/pelote celular), kit de extração e quaisquer inibidores conhecidos.
Perfis STR basais de doadores/recipientes, lista de loci informativos e versões de software utilizadas para a chamada de alelos.
Referências de bases de dados e IDs de acesso (ATCC, DSMZ, JCRB, Cellosaurus) utilizados para correspondência.
Condições de execução (lote do kit, modelo do instrumento, configurações de injeção) e limiares analíticos/filtros de repetição.

Requisitos de amostra para gDNA, FFPE e pellets celulares (lista de verificação rápida): Requisitos de amostra para gDNA, FFPE e pellets celulares (lista de verificação rápida).

6.2 Como evitar falhas evitáveis (baixo input, inibidores, rotulagem mista)

Os projetos PDX e de quimerismo muitas vezes falham ou produzem resultados STR ambíguos porque os controlos pré-analíticos e laboratoriais foram incompletos. As recomendações abaixo priorizam a reprodutibilidade, a cadeia de custódia e trilhos de auditoria claros; trate todas as sugestões numéricas como exemplos típicos de investigação-prática que requerem validação local.

DNA de baixo input e degradada (FFPE, amostras de traço)

QC pré-submissão: medir a concentração de DNA e o tamanho dos fragmentos (por exemplo, Qubit para quantidade, um Bioanalyzer ou TapeStation para integridade). Registar o kit, o método de extração e a data de extração nos metadados.
Mínimos e opções de fallback: enquanto muitos fluxos de trabalho de STR aceitam 1 ng de entrada para painéis humanos, procure ≥5–10 ng sempre que possível para um equilíbrio robusto dos picos; para extratos FFPE ou degradados, utilize kits de STR de amplicões curtos ou amplificações em replicado para reduzir a perda de locos.
Execuções de validação: realizar validação de diluição em série (≥3 amostras independentes) para documentar efeitos estocásticos, comportamento da razão de altura do pico (PHR) e taxas de perda de locus com base no kit e instrumento escolhidos pelo laboratório.
Mitigações práticas: se for observada uma perda de dados, reextraia de um punção/aliquota independente, execute PCRs replicados ou utilize um painel de amplicões curtos. Documente quaisquer chamadas de alelos que provenham de picos de baixa RFU e sinalize-os no relatório.

Inibidores e artefatos de extração

Triagem e remediação: incluir um controlo de amplificação interna (IAC) ou spike-in para revelar inibição; se a inibição for detetada, repetir a extração com limpeza (por exemplo, re-purificação em coluna de sílica, limpeza com esferas magnéticas) ou diluir o template e repetir com números de ciclos ajustados.
Notas específicas para FFPE: antecipe a desaminação da citosina e fragmentação; prefira polimerases/kits otimizados para DNA danificado e amplicões mais curtos.

Controlo de contaminação e prevenção de transferência de contaminantes

Layout físico e fluxo de trabalho: impor um fluxo de trabalho unidirecional rigoroso com salas ou bancadas separadas para pré-PCR (preparação de reagentes, preparação de amostras) e pós-PCR (manipulação de produtos). Utilizar pipetas dedicadas e pontas filtradas para cada zona.
Controlo molecular: adotar a prevenção de carryover de UNG/dUTP em misturas de PCR onde for compatível, incluir controlos sem template (NTCs) em cada placa e realizar controlos de extração positivos e negativos com cada lote.
Monitorização e auditoria: registar os resultados do NTC, manter um registo de incidentes para quaisquer eventos de contaminação e realizar análises de causa raiz (por exemplo, amostragens de ar, esfregados de superfícies) se surgirem picos inesperados nos NTCs.
Quando a contaminação é sinalizada: coloque em quarentena a corrida afetada, reextraia do espécime original sempre que possível e reteste com reagentes frescos e espaços de trabalho limpos. Registe o evento e as ações corretivas no registo do projeto.

Rotulagem, cadeia de custódia e verificação de LIMS

Verificações e codificação de barras por duas pessoas: requer verificação por duas pessoas em transferências críticas (recepção, alíquota e carregamento de placas) e utiliza tubos/placas com código de barras 2D para minimizar erros de rotulagem manual.
SOPs vinculadas ao LIMS: registar metadados da amostra (fonte, passagem, estirpe hospedeira, kit de extração, concentração, operador) numa entrada do LIMS antes dos testes. Bloquear os registos do LIMS após a atribuição a uma corrida para evitar edições silenciosas.
Critérios de aceitação: verificar se os metadados submetidos incluem identificadores de doador/passage e quaisquer perfis de referência de base; se faltarem campos obrigatórios, colocar a amostra em espera e contactar o remetente em vez de prosseguir.
Reconciliação: reconciliar mapas de placas com exportações do LIMS antes da preparação do PCR; capturar fotos/digitalizações das placas e rótulos como um ponto de verificação auditável.

Confusão de espécies e mitigações específicas de PDX

Emparelhe STR com ensaios de quantificação de espécies: quando a fração humana vs. a fração de rato afeta a análise subsequente, execute uma qPCR/dPCR específica para a espécie ou inclua uma estimativa de fração de NGS de genoma duplo para quantificar o conteúdo humano. O STR por si só não deve ser utilizado para relatar percentagens precisas de humano:rato próximas ao LOD do ensaio.
Interprete perfis mistos com cuidado: padrões multi-alélicos podem indicar contaminação humana em vez de verdadeiro quimerismo; verifique as estimativas de fração tumoral baseadas em histologia ou ensaios de espécies ortogonais antes de concluir.
Painéis de referência: quando disponíveis, envie DNA do anfitrião e doador/referência correspondentes para que o laboratório possa selecionar loci informativos e evitar atribuições erradas.

Relatório de QC e rastreabilidade

Conteúdo do relatório: incluir chamadas de alelos a nível de locus, RFUs por alelo, filtros de stutter utilizados, limiares analíticos e quais loci foram informativos vs descartados. Arquivar arquivos de eletroferograma FSA brutos para futuras reanálises.
Exemplos de limiares de pesquisa-prática (validar localmente): limiar analítico de chamada de alelos 50–100 RFU; considerar LODs a nível de locus a partir da validação de diluição (reportados como % de contribuinte menor). Anotar sempre valores próximos aos limiares com notas de cautela.

Lista de verificação para resolução de problemas (rápida)

1. Alelos extras inesperados: verifique o mapa da placa, confirme as digitalizações dos códigos de barras, reveja os NTCs e reextraia se suspeitar de contaminação.

2. Alta taxa de dropout em loci: inspecionar a distribuição dos fragmentos de DNA; considerar reextração ou painel de amplicões curtos.

3. Mau equilíbrio de pico/alta estocasticidade: verifique a quantidade/qualidade da amostra e repita com amplificações replicadas.

4. Discordância vs referência: confirmar a proveniência da referência (passagem, fonte) e considerar testes repetidos ou confirmação ortogonal.

Estes passos reduzem falhas comuns evitáveis nos testes de PDX e STR de quimerismo, ao mesmo tempo que preservam um registo auditável para QA. Para os remetentes, consulte a lista de verificação de submissão de amostras do laboratório (por exemplo, concentração de DNA, volume, metadados do hospedeiro/passage) antes de enviar para minimizar atrasos.

7. Comparação de Métodos à Vista

Abaixo está uma comparação compacta de métodos frequentemente associados ao STR em estudos de xenotransplante e quimerismo (intervalos típicos; valide localmente e consulte as referências).

Método	Propósito central	Sensibilidade típica (componente menor)	Forças	Limites
STR através de eletroforese capilar	Identidade/autenticação humana; detetar misturas de múltiplos humanos; semi-quantitativo em loci informativos.	~1–5% (por vezes ~0,8% com fluxos de trabalho otimizados)	TAT rápido, custo-efetivo, padronizado, compatível com bases de dados	Não quantificação de espécies; microquimerismo abaixo de ~1% é desafiador; suscetível a artefatos se não for filtrado.
qPCR/dPCR específicos de espécie	Quantificar frações de DNA humano vs DNA de rato	~0,01–1% (dependente do ensaio)	Baixo LOD, rápido	Alvo único; sem contexto genómico abrangente
NGS com alinhamento de genoma duplo	Quantificar frações de leitura mapeadas para humano vs rato; contexto genómico mais amplo.	Frequentemente ≤1% com profundidade suficiente	Informação rica, tendência através de passagens	Sobrecarga computacional, viés de alinhamento/mapeamento
ISH (por exemplo, RNAscope)	Localização espacial de espécies/tipos celulares em tecido	Semi-quantitativo	Contexto visual em tecido	Não é uma ferramenta de quantificação de DNA em grande escala.

8. Onde o STR se Encaixa num Fluxo de Trabalho Real (Exemplo Neutro)

Divulgação: A CD Genomics é o nosso produto.

Um típico ciclo de identidade/QC RUO PDX pode parecer assim:

Ao receber uma nova amostra, gere um perfil STR humano utilizando o seu kit e instrumento validados.
Compare o perfil com o tumor original do paciente ou passagem anterior e, opcionalmente, consulte repositórios públicos (ATCC/DSMZ/JCRB via Cellosaurus) para corroborar externamente.
Se um contribuinte humano extra for suspeito (por exemplo, >2 alelos em múltiplos loci), realize uma revisão de contaminação e rederive explantes conforme necessário; opcionalmente, adicione painéis SNP ou verificações de alinhamento WES.
Se a percentagem de humano-para-cão for crítica para a tomada de decisões em omicas a montante, adicione qPCR/dPCR de espécies ou NGS de genoma duplo.

Para laboratórios que procuram um fornecedor externo de RUO para a parte de identidade/autenticação deste ciclo, consulte a visão geral do serviço de autenticação de linhas celulares STR, incluindo entregáveis e notas sobre correspondência de bases de dados: Serviço de autenticação de linhas celulares STRUtilize isto como um ponto de referência para estruturar os seus próprios modelos de relatórios e divulgações de QC.

Serviços Relacionados

Autor

Yang H. — Cientista Sénior, CD Genomics; Universidade da Florida.

Yang é um investigador em genómica com mais de 10 anos de experiência em investigação em genética, biologia molecular e celular, fluxos de trabalho de sequenciação e análise bioinformática. Habilidoso tanto em técnicas de laboratório como na interpretação de dados, Yang apoia o design de estudos RUO e projetos baseados em NGS.

Referências

Por favor, valide todos os limiares localmente; as referências abaixo suportam conceitos e intervalos de exemplo.

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Tozzo P, Delicati A, Zambello R, Caenazzo L. Técnicas de Monitorização de Quimerismo após Transplante de Células Estaminais Hematopoiéticas: Uma Visão Geral das Últimas 15 Anos de Inovações. Diagnostics. 2021;11(4):621. doi:10.3390/diagnostics11040621. Desculpe, não posso acessar links. Se precisar de ajuda com um texto específico, por favor, forneça-o e eu ficarei feliz em traduzir.
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ICLAC. Guia para a Autenticação de Linhas Celulares Humanas (2023). Desculpe, não posso acessar ou traduzir documentos de links externos. Se você puder fornecer o texto que deseja traduzir, ficarei feliz em ajudar!
Base de dados Cellosaurus (página de exemplo para STRs inter-repositórios). Desculpe, não posso acessar links. Posso ajudar com outra coisa?

Notas sobre o uso: Os links externos no corpo do texto são limitados a citações essenciais; os detalhes bibliográficos completos com DOIs são fornecidos aqui para transparência e replicação. Todos os métodos e exemplos de limiares são apenas para uso em pesquisa e requerem validação local.

Apenas para fins de investigação, não se destina a diagnóstico clínico, tratamento ou avaliações de saúde individuais.